① 用葡聚糖凝胶G-100层析，自己装柱，可是下液流速特别慢，半天才出一滴，请问是什么问题一开始还挺快
1、考虑一下被分离组分的物性，思考一下具有该物性的被分离组分是否适合于葡聚糖凝胶柱分离；
2、要选择合适的流动相；
3、装柱前，凝胶的处理也很重要，务必除尽气泡；装柱过程中，也得严格按正确操作进行；
4、流速，压力也值得探讨、摸索一下。
② Sephadex G75 凝胶过滤蛋白纯化蛋白分不开怎么办
Sephadex G75 凝胶过滤分离蛋白也是有局限性的，比如目的蛋白和杂蛋白分子量比较接近的时候就会分不开，一般需要目的蛋白和杂蛋白分子量差距在一倍以上才会有比较好的分离效果。
如果分不开一般最还是选择其他的层析手段分离，比如离子交换或者疏水
③ 粗多糖的提取中，用了6次的EDAE凝胶层析柱流速过慢，怎样去活化
EDAE是哪种凝胶柱？
是不是弱阴离子交换柱DEAE？
如果是DEAE的话给你一点清洗的参考
一，在位清洗
1， 用2M的NaCl至少清洗2个柱体积。
2， 用1M的NaOH 至少清洗4个柱体积。
3， 用2M的NaCl至少清洗2个柱体积。
4， 用至少2个柱体积的蒸馏水润洗层析柱。
二，去除沉淀的蛋白质：
1， 注入一个柱体积的胃蛋白酶（1mg/ml in 0.5M NaCl,0.1M acetic acid）。室温过夜或37°作用1小时。
2， 用至少2个柱体积的蒸馏水润洗层析柱。
3， 用至少4个柱体积的储存缓冲液冲洗。
也可以选用如下操作
1， 用6M盐酸胍冲洗2个柱体积。
2， 立即用pH7-8的缓冲液冲洗至少5个柱体积。
3， 用至少2个柱体积的蒸馏水润洗分离柱。
4， 用至少4个柱体积的储存缓冲液冲洗。
三，去除脂类，疏水结合蛋白质或脂蛋白：
1， 如需彻底除去此类污染物，可使用有机溶剂或去污剂。
2， 在使用有机溶剂前，用蒸馏水冲洗填料至少4个柱体积以避免盐类沉淀于层析柱中。
3， 在使用有机溶剂或溶液时，需要减小流速以避免分离柱超压。
4， 清洗溶液最大浓度如下，100%的异丙醇，100%的甲醇，100%的乙腈，2M的氢氧化钠，75%的乙酸，100%的乙醇，离子性或非离子型去污剂。
5， 避免使用阴离子去污剂。
④ 有关葡聚糖凝胶柱层析的问题，谢谢！
我觉得，这正说明了该方法或者该柱子分离效果不好。个人建议：
考虑被分离组分的理化性质（首要的），然后在选择合适的方法，合适的柱子，流动相。如果确实得选用凝胶柱，而分离不了，可以考虑在用层析法分离之前先除杂（当然，如果两种组分都是需要的，这是不适用的）
⑤ 紧急求助！！我的葡聚糖凝胶柱G-10堵了该怎么办
金欧亚®凝胶色谱法原理：是利用被分离物质分子量大小、形状的不同导致在填料上渗透程度不同使组分分
离（分子筛原理），大分子物质由于扩散受阻，在凝胶中行径较短而最先洗脱下来，进入凝胶内的小分子物
质按分子大小由大至小被洗脱下来，从而达到相互分离的目的，根据样品的性质选用水、缓冲溶液加盐或有
机溶剂作为流动相。
1、在室温下，将干粉浸泡于50-60%乙醇中至少24小时，并不断搅拌以保证凝胶溶胀，抽滤，用无盐水洗去
残存的乙醇；在无盐水中充分溶胀24小时。
2、将溶胀后的凝胶脱气后（真空或超声波）根据装柱要求一次性均匀置入柱内，注意保证湿态装柱，并避免
柱内产生气泡和断层。
3、上样前缓冲溶液平衡层析柱至少二--三个柱体积直到记录仪基线变的平稳为止（流出液的pH值等于
Buffer的pH值）。
4、凝胶过滤的上样量一般为5-7%的床体积，我们建议初次上样量控制在1-2%的床体��臃掷肭榭隹梢灾?
步增加；柱高的选择也与分离要求相关，难分物质要有一定柱高和流速控制。
⑥ 影响凝胶过滤分离效果的有哪些因素，为什么
凝胶层析操作中应注意的一些具体问题。
(1)层析柱的选择
层析柱大小主要是根据样品量的多少以及对分辨率的要求来进行选择。一般来讲，主要是层析柱的长度对分辨率影响较大，长的层析柱分辨率要比短的高；但层析柱长度不能过长，否则会引起柱子不均一、流速过慢等实验上的一些困难。一般柱长度不超过100cm，为得到高分辨率，可以将柱子串联使用。层析柱的直径和长度比一般在1:25－1:100之间。用于分组分离的凝胶柱，如脱盐柱由于对分辨率要求较低，所以一般比较短。
(2)凝胶柱的鉴定
凝胶柱的填装情况将直接影响分离效果，关于填装的方法前面已有介绍，这里主要介绍对填装好的凝胶柱的鉴定。凝胶柱填装后用肉眼观察应均匀、无纹路、无气泡。另外通常可以采用一种有色的物质，如蓝色葡聚糖-2000、血红蛋白等上柱，观察有色区带在柱中的洗脱行为以检测凝胶柱的均匀程度。如果色带狭窄、平整、均匀下降，则表明柱中的凝胶填装情况较好，可以使用；如果色带弥散、歪曲，则需重新装柱。另外值得一提的是，有时为了防止新凝胶柱对样品的吸附，可以用一些物质预先过柱，以消除吸附。
(3)洗脱液的选择
由于凝胶层析的分离原理是分子筛作用，它不象其它层析分离方式主要依赖于溶剂强度和选择性的改变来进行分离，在凝胶层析中流动相只是起运载工具的作用，一般不依赖于流动相性质和组成的改变来提高分辨率，改变洗脱液的主要目的是为了消除组分与固定相的吸附等相互作用，所以和其它层析方法相比，凝胶层析洗脱液的选择不那么严格。由于凝胶层析的分离机理简单以及凝胶稳定工作的pH 范围较广，所以洗脱液的选择主要取决于待分离样品，一般来说只要能溶解被洗脱物质并不使其变性的缓冲液都可以用于凝胶层析。为了防止凝胶可能有吸附作用，一般洗脱液都含有一定浓度的盐。
(4)加样量
关于加样前面已经有所介绍，要尽量快速、均匀。另外加样量对实验结果也可能造成较大的影响，加样过多，会造成洗脱峰的重叠，影响分离效果；加样过少，提纯后各组分量少、浓度较低，实验效率低。加样量的多少要根据具体的实验要求而定：凝胶柱较大，当然加样量就可以较大；样品中各组分分子量差异较大，加样量也可以较大；一般分级分离时加样体积约为凝胶柱床体积的1％－5％左右，而分组分离时加样体积可以较大，一般约为凝胶柱床体积的10％－25％。如果有条件可以首先以较小的加样量先进行一次分析，根据洗脱峰的情况来选择合适的加样量。设要分离的两个组分的洗脱体积分别为Ve1和Ve2，那么加样量不能超过(Ve1－Ve2)。实际由于样品扩散，所以加样量应小于这个值。
从洗脱峰上看，如果所要的各个组分的洗脱峰分得很开，为了提高效率，可以适当增加加样量；如果各个组分的洗脱峰只是刚好分开或没有完全分开，则不能再加大加样量，甚至要减小加样量。另外加样前要注意，样品中的不溶物必须在上样前去掉，以免污染凝胶柱。样品的粘度不能过大，否则会影响分离效果。
(5)洗脱速度
洗脱速度也会影响凝胶层析的分离效果，一般洗脱速度要恒定而且合适。保持洗脱速度恒定通常有两种方法，一种是使用恒流泵，另一种是恒压重力洗脱。洗脱速度取决于很多因素，包括柱长、凝胶种类、颗粒大小等，一般来讲，洗脱速度慢一些样品可以与凝胶基质充分平衡，分离效果好。但洗脱速度过慢会造成样品扩散加剧、区带变宽，反而会降低分辨率，而且实验时间会大大延长；所以实验中应根据实际情况来选择合适的洗脱速度，可以通过进行预备实验来选择洗脱速度。一般凝胶的流速是2－10 cm/hr，市售的凝胶一般会提供一个建议流速，可供参考。总之，凝胶层析的各种条件，包括凝胶类型、层析柱大小、洗脱液、上样量、洗脱速度等等，都要根据具体的实验要求来选择。例如样品中各个组分差异较小，则实验要求凝胶层析要有较高的分辨率，提高分辨率的选择应主要包括：选择包括各个待分离组分但分离范围尽量小一些的凝胶，选择颗粒小的凝胶，选择分辨率高的凝胶类型，选择较长、直径较大的层析柱、减少加样量、降低洗脱速度等等。
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