① 用葡聚糖凝膠G-100層析，自己裝柱，可是下液流速特別慢，半天才出一滴，請問是什麼問題一開始還挺快
1、考慮一下被分離組分的物性，思考一下具有該物性的被分離組分是否適合於葡聚糖凝膠柱分離；
2、要選擇合適的流動相；
3、裝柱前，凝膠的處理也很重要，務必除盡氣泡；裝柱過程中，也得嚴格按正確操作進行；
4、流速，壓力也值得探討、摸索一下。
② Sephadex G75 凝膠過濾蛋白純化蛋白分不開怎麼辦
Sephadex G75 凝膠過濾分離蛋白也是有局限性的，比如目的蛋白和雜蛋白分子量比較接近的時候就會分不開，一般需要目的蛋白和雜蛋白分子量差距在一倍以上才會有比較好的分離效果。
如果分不開一般最還是選擇其他的層析手段分離，比如離子交換或者疏水
③ 粗多糖的提取中，用了6次的EDAE凝膠層析柱流速過慢，怎樣去活化
EDAE是哪種凝膠柱？
是不是弱陰離子交換柱DEAE？
如果是DEAE的話給你一點清洗的參考
一，在位清洗
1， 用2M的NaCl至少清洗2個柱體積。
2， 用1M的NaOH 至少清洗4個柱體積。
3， 用2M的NaCl至少清洗2個柱體積。
4， 用至少2個柱體積的蒸餾水潤洗層析柱。
二，去除沉澱的蛋白質：
1， 注入一個柱體積的胃蛋白酶（1mg/ml in 0.5M NaCl,0.1M acetic acid）。室溫過夜或37°作用1小時。
2， 用至少2個柱體積的蒸餾水潤洗層析柱。
3， 用至少4個柱體積的儲存緩沖液沖洗。
也可以選用如下操作
1， 用6M鹽酸胍沖洗2個柱體積。
2， 立即用pH7-8的緩沖液沖洗至少5個柱體積。
3， 用至少2個柱體積的蒸餾水潤洗分離柱。
4， 用至少4個柱體積的儲存緩沖液沖洗。
三，去除脂類，疏水結合蛋白質或脂蛋白：
1， 如需徹底除去此類污染物，可使用有機溶劑或去污劑。
2， 在使用有機溶劑前，用蒸餾水沖洗填料至少4個柱體積以避免鹽類沉澱於層析柱中。
3， 在使用有機溶劑或溶液時，需要減小流速以避免分離柱超壓。
4， 清洗溶液最大濃度如下，100%的異丙醇，100%的甲醇，100%的乙腈，2M的氫氧化鈉，75%的乙酸，100%的乙醇，離子性或非離子型去污劑。
5， 避免使用陰離子去污劑。
④ 有關葡聚糖凝膠柱層析的問題，謝謝！
我覺得，這正說明了該方法或者該柱子分離效果不好。個人建議：
考慮被分離組分的理化性質（首要的），然後在選擇合適的方法，合適的柱子，流動相。如果確實得選用凝膠柱，而分離不了，可以考慮在用層析法分離之前先除雜（當然，如果兩種組分都是需要的，這是不適用的）
⑤ 緊急求助！！我的葡聚糖凝膠柱G-10堵了該怎麼辦
金歐亞®凝膠色譜法原理：是利用被分離物質分子量大小、形狀的不同導致在填料上滲透程度不同使組分分
離（分子篩原理），大分子物質由於擴散受阻，在凝膠中行徑較短而最先洗脫下來，進入凝膠內的小分子物
質按分子大小由大至小被洗脫下來，從而達到相互分離的目的，根據樣品的性質選用水、緩沖溶液加鹽或有
機溶劑作為流動相。
1、在室溫下，將乾粉浸泡於50-60%乙醇中至少24小時，並不斷攪拌以保證凝膠溶脹，抽濾，用無鹽水洗去
殘存的乙醇；在無鹽水中充分溶脹24小時。
2、將溶脹後的凝膠脫氣後（真空或超聲波）根據裝柱要求一次性均勻置入柱內，注意保證濕態裝柱，並避免
柱內產生氣泡和斷層。
3、上樣前緩沖溶液平衡層析柱至少二--三個柱體積直到記錄儀基線變的平穩為止（流出液的pH值等於
Buffer的pH值）。
4、凝膠過濾的上樣量一般為5-7%的床體積，我們建議初次上樣量控制在1-2%的床體��臃擲肭榭隹梢災?
步增加；柱高的選擇也與分離要求相關，難分物質要有一定柱高和流速控制。
⑥ 影響凝膠過濾分離效果的有哪些因素，為什麼
凝膠層析操作中應注意的一些具體問題。
(1)層析柱的選擇
層析柱大小主要是根據樣品量的多少以及對解析度的要求來進行選擇。一般來講，主要是層析柱的長度對解析度影響較大，長的層析柱解析度要比短的高；但層析柱長度不能過長，否則會引起柱子不均一、流速過慢等實驗上的一些困難。一般柱長度不超過100cm，為得到高解析度，可以將柱子串聯使用。層析柱的直徑和長度比一般在1:25－1:100之間。用於分組分離的凝膠柱，如脫鹽柱由於對解析度要求較低，所以一般比較短。
(2)凝膠柱的鑒定
凝膠柱的填裝情況將直接影響分離效果，關於填裝的方法前面已有介紹，這里主要介紹對填裝好的凝膠柱的鑒定。凝膠柱填裝後用肉眼觀察應均勻、無紋路、無氣泡。另外通常可以採用一種有色的物質，如藍色葡聚糖-2000、血紅蛋白等上柱，觀察有色區帶在柱中的洗脫行為以檢測凝膠柱的均勻程度。如果色帶狹窄、平整、均勻下降，則表明柱中的凝膠填裝情況較好，可以使用；如果色帶彌散、歪曲，則需重新裝柱。另外值得一提的是，有時為了防止新凝膠柱對樣品的吸附，可以用一些物質預先過柱，以消除吸附。
(3)洗脫液的選擇
由於凝膠層析的分離原理是分子篩作用，它不象其它層析分離方式主要依賴於溶劑強度和選擇性的改變來進行分離，在凝膠層析中流動相只是起運載工具的作用，一般不依賴於流動相性質和組成的改變來提高解析度，改變洗脫液的主要目的是為了消除組分與固定相的吸附等相互作用，所以和其它層析方法相比，凝膠層析洗脫液的選擇不那麼嚴格。由於凝膠層析的分離機理簡單以及凝膠穩定工作的pH 范圍較廣，所以洗脫液的選擇主要取決於待分離樣品，一般來說只要能溶解被洗脫物質並不使其變性的緩沖液都可以用於凝膠層析。為了防止凝膠可能有吸附作用，一般洗脫液都含有一定濃度的鹽。
(4)加樣量
關於加樣前面已經有所介紹，要盡量快速、均勻。另外加樣量對實驗結果也可能造成較大的影響，加樣過多，會造成洗脫峰的重疊，影響分離效果；加樣過少，提純後各組分量少、濃度較低，實驗效率低。加樣量的多少要根據具體的實驗要求而定：凝膠柱較大，當然加樣量就可以較大；樣品中各組分分子量差異較大，加樣量也可以較大；一般分級分離時加樣體積約為凝膠柱床體積的1％－5％左右，而分組分離時加樣體積可以較大，一般約為凝膠柱床體積的10％－25％。如果有條件可以首先以較小的加樣量先進行一次分析，根據洗脫峰的情況來選擇合適的加樣量。設要分離的兩個組分的洗脫體積分別為Ve1和Ve2，那麼加樣量不能超過(Ve1－Ve2)。實際由於樣品擴散，所以加樣量應小於這個值。
從洗脫峰上看，如果所要的各個組分的洗脫峰分得很開，為了提高效率，可以適當增加加樣量；如果各個組分的洗脫峰只是剛好分開或沒有完全分開，則不能再加大加樣量，甚至要減小加樣量。另外加樣前要注意，樣品中的不溶物必須在上樣前去掉，以免污染凝膠柱。樣品的粘度不能過大，否則會影響分離效果。
(5)洗脫速度
洗脫速度也會影響凝膠層析的分離效果，一般洗脫速度要恆定而且合適。保持洗脫速度恆定通常有兩種方法，一種是使用恆流泵，另一種是恆壓重力洗脫。洗脫速度取決於很多因素，包括柱長、凝膠種類、顆粒大小等，一般來講，洗脫速度慢一些樣品可以與凝膠基質充分平衡，分離效果好。但洗脫速度過慢會造成樣品擴散加劇、區帶變寬，反而會降低解析度，而且實驗時間會大大延長；所以實驗中應根據實際情況來選擇合適的洗脫速度，可以通過進行預備實驗來選擇洗脫速度。一般凝膠的流速是2－10 cm/hr，市售的凝膠一般會提供一個建議流速，可供參考。總之，凝膠層析的各種條件，包括凝膠類型、層析柱大小、洗脫液、上樣量、洗脫速度等等，都要根據具體的實驗要求來選擇。例如樣品中各個組分差異較小，則實驗要求凝膠層析要有較高的解析度，提高解析度的選擇應主要包括：選擇包括各個待分離組分但分離范圍盡量小一些的凝膠，選擇顆粒小的凝膠，選擇解析度高的凝膠類型，選擇較長、直徑較大的層析柱、減少加樣量、降低洗脫速度等等。
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