⑴ 用超濾離心法測包封率脂質體需不需要稀釋
超濾離心前應該可以根據需要進行稀釋，也可以不稀釋。
超濾離心後，內如果是取收集的離容心液進行檢測的話，建議取離心液進行定量稀釋，比如到固定體積的量瓶中，以便根據稀釋倍數確定離心液中的葯物濃度從而計算包封率。
⑵ 急!!!脂質體粒徑怎麼測比較准確啊
一、脂質體的分離
適當化學結構的親脂性葯物是鑲嵌在雙層膜內而被包裹在脂質體中，其包封率取決於所用脂質的濃度。在這種情況下，包封率可達到90％，就不一定要除去未包裹葯物。但是對水溶性葯物而言，被包裹的葯物僅是總量中的一部分，就必須從脂質體懸液中除去未包裹葯物。由於脂質體比被包裹的葯物分子要大得多，因此可利用它們的不同大小來分離除去未包裹的葯物，這些方法有凝膠過濾柱層析法，滲析法等；若被包裹的物質是蛋白質或DNA，或者未被包裹的葯物可能形成較大的聚結物，則可利用它們與脂質體浮力、密度的不同而採用諸如離心等方法進行分離。
(一)柱層析法
凝膠滲透層析技術廣泛用於從脂質體懸液中分離除去未包裹葯物，也可用於對懸液中的脂質體大小分組，這一技術在實驗室中很有效且快速。在大規模生產上，雖然也可用凝膠過濾來純化，但技術較困難且價格昂貴。另外，脂質體被洗脫介質稀釋後可能需要增加濃縮步驟。
柱層析填料常用葡聚糖如Sephadex G-50，其步驟與常規方法一致。但必須指出：①在葡聚糖表面存在著能與脂質體膜結合並相互作用的微小部位。雖然這種作用並不影響脂質體在凝膠柱上的流動特徵，但仍可導致少量脂質的損失，使膜的不穩定性增加，從而導致膜滲透性的改變及包裹物質的滲漏。這種現象在脂質濃度較低的情況下特別應予注意，一般可通過加大脂質體樣品上柱量或用空脂質體預先將柱子飽和來解決。通常使用20mg脂質製成的小單層脂質體可飽和10g凝膠；②若凝膠顆粒太細，較大的脂質體可能被滯留在凝膠柱上，因此對多層脂質體宜選用中粗級的凝膠(粒徑大小為50～150µm)，而對小單層脂質體則可用任何級別的凝膠。
(二)滲析法
此法是最簡單的也是最常用的除去未包裹葯物的方法(大分子化合物除外)。它不需要復雜的技術，也無須昂貴的儀器，且能夠擴大生產。通過不斷改換滲析介質可除去所有的游離葯物。但是此法很費時，一般在室溫條件下，要除去95％以上的游離葯物至少需要更換三次滲析介質，時間在10～24h以上。此外，滲析介質的滲透強度應與脂質體懸液一致，否則在滲析中就會改變脂質體懸液的體積，且可能引起包裹物質的滲漏。
(三)離心法
在不同的離心力下離心是分離除去不同種類脂質體中游離葯物的有效方法。為了完全除去游離葯物，常常需重復懸浮和多次離心。使脂質體下沉所需的離心力取決於脂質體的大小，在某種程度上還取決於混懸液的絮凝狀態。如果脂質體小且分布窄，就需要高速離心及冰凍條件。低速(2000～4000r／min)離心只能使大脂質體沉降。
顯然，對於大量脂質體利用高速冰凍離心是極其耗能和昂貴的，因此此法不適於分離小脂質體。對於比較大的脂質體，低速離心可縮短操作時間並且可同時將較稀的脂質體懸液濃縮到所需濃度。為了避免脂質體遭到破壞，必須注意保證重復混懸介質的滲透壓與脂質體懸液的滲透壓相一致。
二、脂質體包封率的測定
(一)百分包封率的測定
顯然，在考查包裹物質在生物體內的行為之前必須測定該物質在脂質體中的量，採用上述方法分離除去未包入脂質體中的游離物質，就可利用下式計算出百分包封率(Encapsulation percentage。EN％)
EN％=(1一Cf／Ct)×100％
式中，Cf為游離葯物的量；Ct為脂質體懸液中葯物的總量。
這里再介紹兩種快速、用量少且適應性廣的分離游離物質並測定EN％的方法。
1．微型柱離心法(minicolumn centrifugation method)
取一塑料注射針筒，填上過濾膜作襯片，裝入用生理鹽水溶脹的Sephadex G-50，再將針筒置一離心管中低速離心(2000r／min，3min)除去多餘的生理鹽水，此時，凝膠柱變干並可能與針筒內壁分離，精確定量加入脂質體樣品，注意勿滴入柱床邊緣，離心(2000r／min，3min)使脂質體進入離心管中，待測。再在凝膠柱上加入少量生理鹽水，依上法離心，此次離心液中可能不再有脂質體或仍含有少量，這主要取決於脂質體的大小及組成，但游離葯物在此過程中因葡聚糖吸附而不會被離出，然後可在凝膠柱上再加生理鹽水，離心使柱干，此時游離葯物被洗脫進入離心液中，反復幾次，直至全部游離葯物均從柱子上離心洗脫下來，分別測定包封葯物及游離葯物濃度，就可計算出EN％(圖20—10)。
微型柱離心法的優點是脂質體懸液幾乎沒有被稀釋，對於實驗室小規模的試驗，可較好地用來分離除去未包裹葯物和快速地測定包封率。
2．魚精蛋白凝聚法(protamine aggregation)
此法可用於任何組成的脂質體，如中性或帶負電荷的脂質體(圖20－11)。方法如下：
取0.1ml脂質體懸液於10ml錐形離心管中，加入0.1ml魚精蛋白溶液(10mg／ml)，攪勻，靜置3min，再加3ml生理鹽水，在室溫條件下離心，吸取2ml上清液，測定游離葯物的濃度。將剩餘上清液棄去，沉澱物以0.6ml 10％ Triton X-100重新混懸，使脂質體膜材溶解，再補充生理鹽水至總體積為3.2ml，測定包封葯物的濃度，就可方便地算出EN％。
(二)包裹容積的測定
包裹容積(entrapped volume)是指製成的脂質體相對於每毫克磷脂所佔的內水相的體積，一般以微升(µl)表示。包裹容積的計算可通過測定包裹在脂質體內葯物的總量來推測。假設在脂質體內水性介質中葯物的濃度與開始制備時所用的葯物濃度一樣，經分離除去未包裹葯物後沒有物質從脂質體中滲漏出來，則很容易計算。但是在許多情況下，這樣的假設往往不能成立。例如用二次乳化法制備脂質體時，在乾燥除去有機溶劑時內水相可能也會失去；另外由於內外滲透壓的差異，水分子可以進入或逸出脂質體，因此測定內部容積最好的辦法是直接測定水的量。例如利用具有光譜性的液體代替內相介質，利用核磁共振法(NMR)測定，然後測出水的量。將脂質體在高速離心(200000g，6h)下沉降成為緊密的沉澱，小心除盡上清液，將沉澱物以D20(deuterium oxide)重新混懸，由於膜對於水的滲透性使整個體系中H20和D20很快達到平衡，取出少量用於磷脂量測定，剩餘部分可作水的NMR掃描，峰高與D20中含水濃度成正比，與標准溶液對照即可求得水的量，從而計算出脂質體的包裹容積。
三、脂質體的穩定性
脂質體在放置過程中可能發生多種不同的變化。如磷脂質會氧化和水解，生成短鏈的磷脂，並在膜中形成具溶解性的衍生物；另外脂質體還可發生凝聚、融合等物理變化，從而導致包裹物質的滲漏。因此脂質體制劑若要發展為產品應市，必須在貯藏期間具有良好的穩定性；在體內到達靶組織之前或發揮其緩釋作用之前亦須保持一定的大小及完整性。已證明脂質體在血液中比較穩定，但隨磷脂的化學性質、膽固醇的比例和脂質體的大小、雙分子層的數目等的不同，脂質體在體內的穩定性也會有所不同。但若在貯存過程中，葯物從脂質體迅速滲漏，則必將限制脂質體的應用價值。
(一)化學穩定性
脂質體組分磷脂的氧化降解應在制備時即加以防止，可採用一些措施盡可能地降低氧化程度，例如，使用新鮮提純的磷脂和新鮮蒸餾的溶劑，盡量避免高溫，並在充氮和無氧的條件下完成制備過程，最後將脂質體貯存於惰性環境等。
在膜材組成中加入抗氧劑也是一種有效的方法。目前常用的抗氧劑是α-生育酚，為一種無毒的食用脂質。據認為蛋卵磷脂的氧化分解可因α-生育酚的加入大大減緩。另一可選擇的降低氧化程度的方法是使用飽和磷脂代替不飽和磷脂，在天然來源的磷脂中，其不飽和度隨植物、蛋黃、哺乳動物依次增加，對於蛋黃磷脂，不飽和度取決於動物的飼料及所用的提純方法。
但是，無論是不飽和還是飽和磷脂，在脂質體的水性懸液中，都可能水解而形成溶血磷脂和脂肪酸，溶血磷脂進一步水解而形成甘油磷脂和脂肪酸，甘油和磷酸之間的酯鍵很難水解，所以不產生游離的磷酸和甘油。精製天然豆磷脂在脂質體水性懸液中的水解動力學已有研究。結果表明，豆磷脂的水解主要受H+和OH+的催化作用，在pH6.5左右水解速率最小。體系中加入緩沖離子如醋酸、枸櫞酸和緩血酸銨也可輕度增加豆磷脂的水解。
(二)物理穩定性
脂質體中包裹葯物的滲漏和凝聚、融合成大的團塊等物理穩定性問題是脂質體研究工作中的一大難題。一些研究表明，小單層脂質體在貯存中體積增大，葯物滲漏與脂質成分及包裹葯物的性質有關。由中性磷脂制備的脂質體的凝聚主要是由於范德華力相互作用所致，可在膜材中加入少量負電荷磷脂(如10％PA或PG)來克服。在膜材中加入微量的1,3-二乙醯-2-磷脂醯膽鹼也可以阻止較小脂質體的融合。
較大的脂質體在制備方法適當的條件下一般不發生融合，而小於40nm的小單層脂質體由於膜的曲率大，易於發生融合，特別在相變溫度時更易發生。
採用前體脂質體等重建脂質體的方法可以較好地避免脂質體在貯存中發生的化學和物理變化。重建脂質體有以下三種類型：含葯或不含葯的干脂質膜；含葯或不含葯的凍干脂質混合物：含葯凍干脂質體。對於干脂質膜或凍干脂質混合物，重建時所獲得的葯物包封率是有限的，特別是對親水性葯物的包封率常常不高，懸液中含有較多的游離葯物，實際應成價值不大。對於具有適當結構的親脂性葯物，重建產品可達到較滿意的包封率，但在重建過程中所需的條件，例如攪拌程度和方法，要求在高出常溫下超聲處理等，實際應用不甚方便。
對於親水性葯物，可選擇含葯凍干脂質體這一重建形式，有報道在冰凍過程中若加入親水性聚合物，如葡聚糖能產生自由流動能，利於凍干脂質體在水性介質中重建。例如當含有胰島素的凍干脂質體用這種方法處理時，其重建後的包封率可達原來的70％，即在冰凍和重建過程中胰島素的滲漏率大約為30％。如果包裹的是低分子量葯物，滲漏率可能更高些。但是，這種技術為保證脂質體制劑在貯存中的穩定性提供了一個有效的方法。
四、脂質體大小的測定
脂質體的大小將影響脂質體在體內的處置，也是脂質體重要的質量指標之一。測定脂質體大小的方法有激光掃描法，電子顯微鏡法或庫爾特粒度分析法。無疑，電鏡測定法最為准確。因為人們可以直接觀察每一個脂質體，並獲得各個大小范圍內脂質體外形的精確信息。但是要觀察大量脂質體樣本非常費時。相反．激光掃描法非常簡單且操作快速，但僅能測出脂質體的平均性質。與之類似，採用庫爾特粒度分析儀也可測出脂質體的大小分布，但後二種方法均難以描述更精細的結構。關於粒度測定的細節可參見本書第十二章。
五、脂質體的成分分析
(一)磷脂質的分析
1．含量測定
直接精確測定磷脂質濃度比較困難，因為乾燥磷脂中總含有一定量的殘留溶劑或其它雜質磷脂，因此最廣泛使用的測定磷脂的方法是非直接法，例如含磷量的測定。對於制備脂質體的大多數磷脂而言，每摩爾磷脂均含1mol磷，僅有個別例外，如每摩爾心磷脂含有2mol磷。因此樣品中磷脂的濃度可通過測定磷含量來計算。這里介紹二種磷測定法。
(1)Bartlett法
將磷脂的有機磷酸解成無機磷後，加入鉬酸銨使之轉化成磷鉬酸，磷鉬酸可用萘磺酸銨定量還原為藍色，藍色的強度由分光光度法測定，與標准品(如磷酸二氫鉀)對照即可計算出含磷量。該法靈敏度較高且重現性好，但若樣品中含有少量無機磷則會干擾測定。
(2)Stewart法
當脂質體混懸於磷酸鹽緩沖液中，此時宜採用Stewart法。該法是利用磷脂在有機溶劑中與亞鐵硫氰酸銨形成有色復合物，而不受無機磷存在的影響進行測定。在計算時，使用一與磷脂結構有關的轉換因子將吸收值換算成磷脂毫克數，該因子隨磷脂頭基不同而異。也可利用磷脂標准液繪制標准曲線來計算。因此該法不適於測定含有未知磷脂的混合物。特別須指出的是，該法不能用於甘油磷脂的測定，若脂質體中含有卵磷脂和甘油磷脂，則可用該法對前者定量，再通過Bartlett法測定總的磷脂，就可計算出甘油磷脂的量。
2．磷脂質的薄層層析
薄層層析是檢查磷脂質純度的主要手段。與所有的層析法一樣，磷脂質的薄層層析也是利用磷脂在液態有機相中對親水性固定相有不同的親和性，當液相在固定相展開時，不同的磷脂具有不同的保留時間，可根據親水性的強弱改變展開劑的組成，從而改變磷脂在兩相中的分配系數。最常用的固定相是硅膠，展開劑則常用含有氯仿的溶劑。如①氯仿：甲醇：水：(65：25：4 V／V)；②氯仿：甲醇：水：氨水(65：35：2.5：2.5 V／V)；③氯仿：丙酮：甲醇：醋酸：水(6：8：2：2：1 V／V)；④乙酸乙酯：環己烷(1：1 V／V)等。最常用的顯色劑為碘，也可用50％的硫酸 - 甲醇液或重鉻酸鉀液顯色。
(三)磷脂氧化程度
1．磷脂的氧化
磷脂脂肪酸的氧化主要是由於游離基的作用。在電磁波輻射或者微量游離金屬離子的催化下。脂肪酸碳鏈上首先脫去一個氫原子形成游離基，進而與空氣中的氧發生連鎖反應。含有雙鍵的碳鏈更易受影響，因此聚合不飽和磷脂特別容易氧化降解。在含有單個或多個不飽和脂肪酸的脂質混合物中，磷脂的氧化分成三個階段進行：①單個雙鍵的偶合；②過氧化物的形成；③形成乙醛及鏈斷裂。
值得注意的是，在無氧情況下仍會發生游離基反應導致雙重或三重偶合的形成，但不產生過氧化物。另外，降解的最後一步過程要消耗偶合雙鍵，因此在最終降解產物增加的同時，笫一步的降解產物將會減少。故很難用一種試驗方法評估磷脂的氧化程度，甚至即使應用幾個不同試驗仍僅能大致估計氧化過程相對速率大小。
2．氧化指數的測定
氧化指數是用來檢測游離基偶合的指標，因為氧化偶合後的磷脂在230nm左右具有紫外吸收峰而有別於未氧化磷脂。典型的紫外吸收圖譜如圖20－12。
國內有人提出作為制備脂質體膜材的卵磷脂，其氧化指數應控制在0.2以下，測定方法是，將磷脂溶於無水乙醇，配成一定濃度的澄明溶液，分別測定在波長233nm及215nm吸收值。按下式計算：
氧化指數 = A233nm／A215nm
3．過氧化物的測定
卵磷脂氧化產生丙二醛及溶血磷脂等。丙二醛(MDA)在酸性條件下可與硫巴比妥酸(TBA)反應，生成一種紅色染料(TBA-Pigment)
該化合物在波長535nm處有特異吸收，吸收值的大小即反映磷脂的氧化程度。有人對丙二醛量與溶血之間的關系進行了研究，實驗證明，當每毫升含卵磷脂的生理鹽水中丙二醛含量超過2.3µg時，在37℃放置1～2h即產生溶血。
除上述方法可估計磷脂的氧化程度外，根據聚合不飽和脂肪酸鏈在氧化最後階段發生斷裂或縮短，也可用氣 - 液色譜法了解這些醯基鏈的變化。
(四)膽固醇的分析
與磷脂質類似，膽固醇的純度及其氧化產物可用氣 - 液色譜法進行檢測。另外，由於膽固醇不論是游離型還是酯化型都能與含高氯酸鐵的乙酸乙酯和硫酸試劑反應生成鐵復合物，在波長610nm處有紫外吸收，採用標准膽固醇溶液對照，就可計算出膽固醇的量。
六、脂質體的滅菌
許多研究論文都認為脂質體不宜用加熱滅菌的辦法，且對各類輻射及各種化學滅菌劑也敏感，所以只能使用過濾滅菌或採用無菌操作法進行制備。這也是影響脂質體廣泛應用於臨床的一個重要原因。
近年來，國內有人採用100℃ 30min濕熱滅菌法獲得成功，滅菌前後脂質體的形態及大小均無明顯的變化，滲漏率約為5％。另有人採用輻射滅菌法，即用60鈷發出的γ射線，對三磷酸腺苷脂質體和甲氨蝶呤脂質體作輻射滅菌，照射劑量為15～20kGy，無菌試驗結果均由試驗前的陽性轉為陰性。脂質體粒徑滅菌前後無顯著變化。滅菌所致滲漏率較小。
滅菌方法的實用性可能與混懸介質種類、磷脂組成及純度等有關。採用121℃加熱20min滅菌處理幾種脂質體，發現在生理鹽水中脂質體發生凝聚，而在等滲糖溶液和多羥基化合物溶液中不發生凝聚。加熱滅菌後，具有較高的過氧化物值的含蛋卵磷脂的分散液稍變黃，改用具低過氧化物值的蛋卵磷脂、氫化蛋卵磷脂或DPPC則無此變化。在中性pH時充入氮氣也可阻止顏色變化，但加入α-生育酚無效。經0.4µm膜過濾的由蛋卵磷脂組成的脂質體的大小變小。在這一變化中，介質的類型也有明顯影響。加熱滅菌期間，包裹有羧基熒光素陰離子的負電荷脂質體(PC／chol／PG)發生滲漏，而使用正電荷脂質體(PC／chol／十八胺)不僅在加熱滅菌期間不發生滲漏，且可貯存很長時間不滲漏。