1. 蛋白純化用的GE公司的鎳柱用過後下端忘記蓋好 柱子還能在用嗎
預裝柱：如果沒有幹掉的話沒有問題的。如果幹掉了要用他們推薦的條件下重新活化。如果是自己裝填的重新裝柱就行了
2. 蛋白純化過鎳柱以後為什麼會沉澱啊
蛋白濃度過高的時候，會發生聚集而沉澱。有些不易溶蛋白隨著鎳柱的專富集作用就會沉澱屬。
由於不知道你實驗目的，簡單認為你要純化表達的蛋白，解決方法：
1. 換更強親水肽段載體pet50（從酶切鏈接開始做），但是這樣會在表達出來蛋白中增加非目的蛋白成分
2. 不要用最佳濃度咪唑洗脫，用稍差一些的，這樣洗脫出來蛋白速度慢，濃度低，但是看你是否對濃度要求了。
3. 重新設計引物把輸水片段刪掉，這樣增加可溶性再表達純化
4. 考慮在沉澱里加入稀鹽，促溶。但不知對你實驗是否有影響
3. 蛋白純化鎳柱和填料的購買
就做一種並且要求不是很高的話買個國產的預裝柱就行了，方便好用還便宜，大小根據你的需要選擇。我買的七海復泰的，載量是20mg/ml，價格大概在70塊錢/ml吧
4. 鎳柱純化蛋白後，鎳柱結塊了，怎麼辦
柱子的填料已經變形，要超聲處理，復性，加氯化鎳再生。
5. ni柱純化蛋白的原理，鎳柱純化總有一條雜蛋白怎麼辦
his標簽與鎳金屬離子的結合作用是ni柱純化蛋白的原理。
總有一條雜蛋白，有可能是非特異性結合。你可以嘗試優化蛋白洗脫方法，將你的目的蛋白與雜蛋白進行分離。
6. 用鎳柱純化過得蛋白還能再進行離子交換嗎
你可以試試。只是鎳柱本質上也是靠電荷吸引力來純化蛋白，和陰離子交換層析有些類似，那些鎳柱無法去除的雜蛋白能否被陰離子交換層析去除，可能需要打個問號。不過兩次純化效果應該比一次好吧。
7. 蛋白過鎳柱純化的原理和步驟是什麼
Ni柱中的氯化鎳可以與有HIs（組蛋白）標簽的蛋白結合，也可以與咪唑結合。
步驟是：過柱子前可以選擇Ni柱重生，也就是往柱子里倒氯化鎳，一個柱長體積就行了，然後平衡柱子，拿你自己的buffer，給蛋白提供最適的環境，我一般平衡4個柱長，然後蛋白上樣，你可以讓他自己掛，這樣掛柱子的效果好一些，如果流速太慢，可以加個恆流泵，但是一定不能太快，太快掛柱效果差，當然你也可以選擇循環掛柱，就是恆流泵的一頭接你裝蛋白的燒杯，從柱子中留下來的液體還用同一個燒杯接回去。掛完之後，按理想來講，你的蛋白在Ni柱中與Ni就結合了，雜蛋白多數在燒杯里，留下來了，當然肯定有少量雜蛋白也掛上了，這時候你要梯度洗脫，拿咪唑和你的buffer配，一般從0
20mM
40mM。。。。100mM這樣洗脫（當你不知道你的蛋白大概在什麼時候出來的時候）我指的是咪唑的終濃度。咪唑加入之後，會和蛋白爭奪與Ni的結合位點，雜蛋白、你的目的蛋白，會在不同的濃度被洗脫下來，洗完之後，你可以用200mM咪唑洗柱子，清理一切蛋白，然後平衡幾次，是否選擇重生你自己定咯~然後放上20%乙醇保存柱子就可以咯~
過的蛋白用不同的管子收下，然後SDS-page檢測在哪個管子里。
這是我的經驗，樓主可以多方面參考下別人的。喜歡推薦我的答案哦，~\(≧▽≦)/~
8. 鎳柱純化蛋白沒有掛柱是什麼原因
可能有多種原因導致 蛋白不掛柱子。
例如：
因為His標簽被包到了蛋白三維結構裡面。鎳介質無法接觸His 標簽；
純化工藝不利於結合作用發揮，例如咪唑；
蛋白不穩定，標簽掉落。
…
9. 帶HIS蛋白用鎳柱純化後的保存問題
你好，蛋白保存是個比較棘手的問題，就我的理解來講：
蛋白的保存很大程度上回依賴於蛋白本身的結答構穩定性，其次和保存條件優化有關；
盡量避免蛋白的反復凍融，這會對蛋白的結構和活性造成破壞；
像你說到的第二天就要用，根本沒必要放在-70℃低溫，一般來講，盡量安排好實驗周期，在3天內用完蛋白（4℃保存）是理想條件；
如果不得不保存，要分裝，留下馬上就用的放在4℃，其他放低溫，每次取1隻；如果有凍干機，凍成乾粉再放到-70比液態低溫更好，再溶解也會好很多（但很多蛋白還是會有失活問題）；
關於保護劑，如果蛋白穩定性不強，一般會加甘油（5%-50%濃度）和疊氮鈉（抑菌），這樣一來，取出時，不得不做透析或脫鹽，以去除甘油和疊氮鈉，會帶來損失，相比而言，凍乾粉就好很多；
關於咪唑的去除問題，如果確信咪唑的存在對你後續的實驗沒影響，可以不去；但實際上，很多實驗都會受到咪唑的影響，或者說一旦實驗有疑問，你就無法判定是否是因為咪唑，所以建議你去咪唑，去咪唑的方式包括：透析、濃縮管離心、脫鹽柱。個人認為，去除效率、最省時、蛋白回收率最高的辦法是脫鹽柱。
我目前想到的就這么多，歡迎繼續討論，祝實驗順利！
10. 蛋白過鎳柱純化的過程 我是初學者，所以麻煩大家給的詳細一點 謝謝啦！
見http://..com/question/292063616.html或
鎳柱分離純化
固定金屬離子親和柱主要用於金屬螯化離子。位於許多蛋白中的組氨酸殘基將會和許多金屬離子，例如鋅。銅，鎳，鐵等形成復合物。因此，該柱料能選擇性螯合一些具有組氨酸殘基的蛋白質。但是半胱氨酸和咯氨酸殘基也能和固定化金屬螯和。但是親和力比組氨酸要弱。所以，結合的強度是和緩沖液的PH和金屬離子決定的。
金屬螯和柱料主要是由亞氨基的乙醯乙酸成分耦聯瓊脂糖柱料，藉助醚長生7個原子的空間。
全部容量：24-30um的含有zn的干膠
柱料結構：6%的高鉸鏈的瓊脂糖
柱料大小：45-165um
平均微粒：90um
直流速度：25度/0.1MPa/30倍柱床/5厘米高度/每小時可達700厘米
最大壓強：0.3MPa
PH變化：長期3-13
短期2-14
化學穩定：通用含水緩沖液
0.01M鹽酸，1.0M NAOH, 20%乙醇（保存7天）
物理性質：可以忽略在PH或者離子變化下的體積變化
耐熱性能：121度下0.1M乙酸鈉作用半小時
金屬螯和柱料保存於事先填充於20%乙醇。所以要攪拌驅除20%乙醇溶液。換成去離子水。比例是25%去離子水和75%處理膠。
處理金屬螯和柱料：
1 平衡所有用到的材料於室溫。
2 攪拌金屬螯和柱料
3 倒水進柱子，驅除氣體。用無離子水液封幾厘米。
4 將金屬螯和柱料連續倒進柱子，用玻璃棒支撐柱壁防止氣泡形成。
5 然後立即用無離子水液封，裝上柱蓋，連接上泵。
6 打開柱子底部的開關，然後調節泵的流速。通常是不超過0.3MPa的。
7 經過一個穩定的柱床填鴨後，維持填壓速度為3個柱床。
使用adaptor
1 經過上溯填鴨後，關閉柱床下面開關，移開上面的薄膜，小心的加上去離子水進行液封。
2 一定角度插入adaptor，確保沒有氣泡。
3 確保所有的連接都沒有問題，柱子/泵/樣品接受器
4 傾斜插入活塞確保沒有氣泡和管道充滿液體。利用活泵正反向的流動確保沒有氣泡。
5 固定adaptor，打開柱子開關，開始緩沖液的流動。先以填鴨的速度直到柱床穩定後。
固定金屬離子：
金屬螯和柱料通過水來螯和金屬的，避免發生沉澱在膠上。
1 確保柱子已經平衡好。如果有必要可以洗2個柱床（去離子水）
2 選擇金屬離子和0.1-0.3M中弱性酸。例如鐵離子PH 3左右就好，避免形成沉澱和共沉。
3 加入一倍柱床的金屬離子溶液
4 5倍柱床的去離子水洗滌
5 至少2倍柱床的平衡緩沖液
結合：
發生於PH5.5-8.5之間.最強反映發生於最後
初始緩沖液的選擇決定於金屬離子和樣品的結合性質。乙酸鈉或者磷酸鈉是比較好的緩沖液中不能使用EDTA或者檸檬酸鹽
最通用緩沖液：
0.01-0.2M磷酸鈉
0.05M乙酸鈉
強烈推薦加入0.15-0.5M NaCl用於防止離子交換。
通常如果不知道一個蛋白的結合能力，最好的就是使用鋅離子和中性的磷酸或者乙酸鹽，同時含有0.15-0.5M NaCl
去垢劑不會影響蛋白質的結合能力
金屬離子的取代意味著蛋白發生了結合。這種現象可以通過顏色來決定
洗脫蛋白：（3種方法）
1 降低PH(一步或者分步)，大部分蛋白溶解於PH4-6最終3-4是可容的。可選擇檸檬酸鹽，磷酸或者乙酸鹽。
2 逐步提高咪唑的濃度（0-0.5M），梯度變化最好是在初始緩沖液的PH范圍。
3 加入EDTA或者EGTA可洗脫蛋白質。但是不是通用的。
利用離心或者重力作用純化組氨酸位點蛋白
通過上鎳進行選擇性結合含有組氨酸位點蛋白，然後利用含有咪唑的緩沖液洗脫蛋白。
以下的實驗是為了最大化將組氨酸位點蛋白結合到金屬螯和柱料，然後確保能夠洗脫下來。當結合和洗脫的條件尚未明了時，這些方法也是很好用的。
為了獲得高純度的蛋白，必須摸索咪唑的緩沖液在樣品上柱和洗脫時的濃度。通常使用10mM-500mM范圍的咪唑的緩沖液進行剃度洗脫，然後通過收集和SDS-PAGE 蛋白電泳確定洗脫濃度。
為了純化不可容的含有his位點的蛋白質，（包含體），可以在變性條件下進行。利用8M尿素或者6M鹽酸呱進行溶解蛋白。
樣品處理：
樣品要經可能溶解，避免出現堵塞現象，所以可以利用0.45uM慮膜過濾雜志
如果樣品時溶解於20mM磷酸緩沖液中（含有0.5M Nacl,PH7.4），必須調整PH到7－8。
上柱前准備：
洗柱料：
1 親柔震動膠瓶充旋膠料
2 利用吸管吸出足量柱料用以純化目的。每毫升柱料可以吸納5毫克蛋白
3 500g 離心2－5分鍾，沉澱柱料。
4 小心去除上清
5 加入5倍體積去離子水，充分振盪柱料。可以倒置來回5分鍾，不要機械攪拌。
6 再次500g 離心2－5分鍾，沉澱柱料。
7 再次小心去除上清
掛鎳：
1 加入0.5倍柱床體積0.1M硫酸鎳，充分振盪柱料。可以倒置來回5分鍾，不要機械攪拌。
2 500g 離心2－5分鍾，沉澱柱料。
3 小心去除上清
洗柱：
1加入5倍體積去離子水，充分振盪柱料，來回倒置5分鍾
2 500g 離心2－5分鍾，沉澱柱料。
3小心去除上清
4 再洗兩次柱料（一共3×5柱床去離子水）
5 最後用一倍體積起始緩沖液充旋柱料（20mM Na2HPO4 /0.5MnaCl/10mM咪唑/PH7.4）
利用離心來純化：
上樣：
1 在起始緩沖液中加入樣品，然後使整體膠濃度達到50％
2 親柔攪拌，室溫離心5－30分鍾，結合能力取決於蛋白和樣品濃度。
3 500g 離心2－5分鍾，沉澱柱料。
4 取出上清。部分用於SDS-PAGE 蛋白電泳
洗膠：
1 加入5倍體積起始緩沖液，攪拌5分鍾
2 500g 離心2－5分鍾，沉澱柱料。
3取出上清。部分用於SDS-PAGE 蛋白電泳
4再洗兩次柱料（一共3×5柱床起始緩沖液）。記得取出上清，部分用於SDS-PAGE 蛋白
電泳
洗柱：
1 加入2倍體積洗脫緩沖液（20mM Na2HPO4 /0.5MnaCl/10mM咪唑/PH7.4）攪拌5分鍾
2再次500g 離心2－5分鍾，沉澱柱料。
3再洗四次柱料（一共5×2柱床洗脫緩沖液）。記得取出上清，部分用於SDS-PAGE 蛋白電泳，280nM吸光值，ELISA,WESTERN
利用流速和重力純化：
1 在柱子底部加上濾器
2 加水排氣
3 加柱帽，去除殘余水。推薦是最多2 Ml柱料就可以了
樣品結合：
1 倒膠進入柱子
2 小心上樣，用波棒室溫攪拌5－30分鍾
3 打開柱帽，收集流出峰用於分析
洗膠：
1 加入5倍體積起始緩沖液，收集流出液用於SDS-PAGE 蛋白電泳
2再洗兩次柱料（一共3×5柱床起始緩沖液）。記得取出上清，部分用於SDS-PAGE 蛋白
電泳
洗柱：
1 加上柱帽，加入2倍體積洗脫緩沖液（20mM Na2HPO4 /0.5MnaCl/10mM咪唑/PH7.4）攪拌5分鍾。打開柱帽，收集流出峰
2再洗四次柱料（一共5×2柱床洗脫緩沖液）。記得取出上清，部分用於SDS-PAGE 蛋白電泳，280nM吸光值，ELISA,WESTERN
注意：0.5M咪唑的280nM吸光值＝0.5
常見問題：
1 樣品太粘稠
答：核酸存在影響，可以繼續超聲，加入RNA酶至10ug/ml DNA酶至5ug/ml。然後冰浴1
0－15分鍾。或者也可以用注射器來回充旋。這樣可以防止堵塞柱料。
2 平衡時樣品洗脫了下來
答: 檢查PH和緩沖液成分，如果緩沖液成分不正確，EDTA加入，強還原劑加入，都會導致這個現象出現。
加大膠的量，如果膠料承載能力過頭，也繪出出現這現象。
准備新鮮的柱料，如果柱料斷裂，也掛不上蛋白。
3 在洗脫液中不含有組氨酸蛋白
答：如果SDS-PAGE 蛋白電泳已經發現蛋白存在於超聲液中
超聲可能不完全。可以用顯微鏡觀察超聲情況。AD260/280比值。（通常是超聲前將10mg/ml溶菌酶加入25mM Tris-HCL，PH6-8），避免發泡以降解融合蛋白。
蛋白可能是是包含體，可以使用4－6M鹽酸呱或者4－8 M尿素溶解。
尿素溶解的可以進行SDS-PAGE 蛋白電泳，鹽酸呱溶解的不可以進行SDS-PAGE 蛋白電泳，必須換緩沖液。
洗脫液濃度太稀，可以加大咪唑濃度或者降低PH 來決定最佳洗脫條件如果在平衡前的洗柱發現了目的蛋白，證明起始緩沖液中的咪唑濃度太高，可適當降低。
4 考馬氏亮藍或者銀染發現多條帶
答：加入蛋白激酶抑制劑。可能是蛋白降解。用凝血酶切割前必須去除絲氨酸蛋白酶抑制劑採用梯度咪唑來洗脫蛋白。在平衡洗脫液中加入10mM咪唑可以洗脫大量雜質而不會洗脫融合蛋白。低於500mM咪唑可以洗掉絕大部分雜質。
在洗脫步奏往起始緩沖液加入去垢劑（2％TRITON x-100或者2％Tween20）50% 葡萄糖，20mM B-巰基乙醇。記得雜質通常沒有特意結合能力，可以改變緩沖液來洗脫。
如果雜志和目的蛋白有相同結合能力，那就不能用於純化。因此可以使用別的純化系統，例如含有GST尾巴就用谷胱甘肽瓊脂糖4B
柱料再生，清潔和保存
柱料再生：
1 使用0.05M EDTA,0.5M NaCl來洗脫鎳離子。然後用3柱床的0.5M NaCl來洗干凈EDTA
2如果是鐵離子可以用0.05M EDTA泡過夜
3 這一步可以洗脫上面未能洗脫的殘余結合蛋白
清洗柱料：
1 0.5倍柱床2M NaCl，反向洗脫10－15分鍾
2 1M NaOH洗1小時去除殘余蛋白
3 每一步都要用3倍柱床起始緩沖液清洗
4 4倍柱床70%乙醇洗脫強親水蛋白和脂類蛋白。
也可以使用2倍柱床去垢劑。0.1-0.5%非離子去垢劑溶於0.1M乙酸。浸泡1－2小時。最後用5個柱床的70％乙醇去除去垢劑。
清潔：
1 盡可能去除微生物
2 0.5-1M NaOH反向流動半小時
3 再用3－5倍柱床消毒的起始緩沖液平衡
4 這個清潔步奏不一定能夠提高純化能力
保存：
長期保存於20％乙醇或者0.01M NaOH 於4度
以上來自網路文庫，希望能幫到你。